编者按

我国每年约有2%患者进入终末期肾病（ESRD），腹膜透析（PD）是ESRD重要的肾脏替代治疗方式，以其简便、安全、有效和居家治疗，在全世界广泛应用[1]。然而也伴随着诸多并发症，其中腹膜纤维化造成的腹膜功能减退和超滤衰竭影响着约50%的长期PD患者，严重制约PD治疗的长期应用、影响患者预后。本文中，中山大学附属第三医院彭晖教授讲解了基于多组学方法探索腹透相关腹膜纤维化的新机制。

PD相关腹膜纤维化的概述

中国的PD患者数量逐年增加。根据2023年全国血液净化登记系统（CNRDS）报告[2]，截至2022年12月底，PD患者数量为14.05万人，新增PD患者20 800人。

PD患者在长期非生理性腹透液和/或腹膜炎的刺激下可导致腹膜纤维化，继而出现获得性腹膜功能障碍，并最终导致超滤衰竭；就目前而言，PD相关腹膜纤维化的机制及防治仍有待进一步研究[3-5]。

PD时长与腹膜纤维化密切相关。一项研究检查了130例PD患者壁膜的形态学特征，并将其与正常个体、尿毒症透析前期患者和血液透析患者的腹膜特征进行比较。结果发现，正常受试者腹膜壁层间皮下致密区的平均厚度为50 μm，尿毒症患者为140 μm，接受血液透析的患者为150 μm，接受PD的患者为270 μm，且致密区厚度随着PD治疗的持续时间而显著增加[6]。尿毒症本身会引起腹膜增厚，可能与慢性炎症相关。尿毒症和糖尿病对腹膜纤维化有影响，但PD治疗本身对腹膜纤维化进展影响更大[7]。此外，血管病变可能导致相对缺血，加剧纤维化进程。研究还表明，在透析的前5年，没有出现PD并发症的患者不会出现间皮下致密区增厚，也不会出现明显的血管病变[6]。

间皮-间充质转化 (MMT)、炎症和血管生成在腹膜纤维化发病机制中密切相关（图1）。

图1. PD相关性腹膜纤维化的机制

基于多组学方法探索PD相关腹膜纤维化的新机制

2003年发表在NEJM的一项研究通过流式细胞术、共聚焦免疫荧光、蛋白质印迹和逆转录聚合酶链式反应对从接受连续动态PD的患者的透析液流出物中分离的间皮细胞进行表型表征。将这些细胞与来自网膜的间皮细胞进行比较，并在体外用各种刺激物处理，以模拟在连续不卧床腹膜透析期间观察到的转分化。结果通过腹膜活检标本的免疫组织化学分析在体内得到证实，首次发现PD导致MMT[8]。然而，该机理后续在动物模型中受到了挑战。基于多组学方法探索PD相关腹膜纤维化机制成为研究热点（图2）。

图2. 对于腹膜纤维化分子机制的研究逻辑

腹膜间皮细胞的代谢重编程（糖酵解）是腹膜纤维化的重要机制

2019年6月5日，中山大学附属第三医院肾内科彭晖教授研究团队在ScienceTranslational Medicine发表了题为“Inhibition of hyperglycolysis in mesothelial cells prevents peritoneal fibrosis”的研究论文[9]，深入研究腹膜透析对患者间皮细胞MMT及腹膜纤维化的作用，发现抑制间皮细胞中的高糖分解可防止腹膜纤维化。

研究人员评估了从正常腹膜活检和PD治疗患者的流出物中获得的间皮细胞的单细胞转录组。在进行MMT的细胞中，研究人员发现了与糖酵解相关的酶的上调相关的细胞异质性和中间过渡状态。糖酵解酶的表达与MMT的发育有关。通过基因表达谱和代谢组学分析，研究人员证实PD液在小鼠腹膜中诱导代谢重编程，其特征为高糖分解。研究人员发现转化生长因子β1（TGF-β1）可以代替PD液刺激高血糖溶解，抑制间皮细胞的线粒体呼吸。用2-脱氧葡萄糖（2-DG）阻断高血糖解抑制TGF-β1诱导的小鼠促纤维化细胞表型和腹膜纤维化。研究人员开发了一组腺相关病毒，它们过表达miRNA-26a和miRNA-200a，同时抑制微小RNA-21a靶向高糖酵解和纤维化信号传导。腹膜内注射病毒三联体抑制了PD液诱导的小鼠腹膜纤维化的发展。这也是首次采用腺相关病毒介导miRNA的基因疗法成功治疗小鼠模型的腹膜纤维化。

最终，研究人员得出结论，高糖酵解是MMT和腹膜纤维化发生的原因，这种异常代谢状态可以通过调节腹膜中的微小RNA来纠正。这些结果可以为对抗腹膜纤维化提供一种治疗策略；即腹膜间皮细胞的代谢重编程（糖酵解）是腹膜纤维化的重要机制，纠正过度糖酵解可以抑制腹膜纤维化，AAV1搭载miRNA基因治疗是抑制腹膜纤维化的可行性治疗方案。

受损腹膜间皮细胞分泌的外囊泡（EVs）活化成纤维细胞活化，促进腹膜纤维化

成纤维细胞活化是腹膜纤维化进展的关键之一[10-12]；损伤后的腹膜间皮细胞是否介导成纤维细胞活化？如何将信号传递给成纤维细胞、介导其活化，并促进纤维化形成？腹透流出液中的外囊泡（EVs）是否促进腹膜纤维化？

2017年，有研究首次分离了腹透流出液来源的EVs[13]；但是，长期PD过程中，EVs对腹膜纤维化的潜在影响和相关机制仍不清楚[14]。作为细胞间交流的通讯介质，EVs是研究热点，EVs可以通过传递 DNA、RNA、蛋白质、脂质等生物活性分子调节靶细胞的生物学行为。

2023年6月，中山大学附属第三医院肾内科彭晖教授研究团队在Journal of extracellular vesicles在线发表了题为“Extracellular vesicle-packaged ILK from mesothelial cells promotes fibroblast activation in peritoneal fibrosis”的研究成果[15]。

该研究聚焦于EVs在腹膜纤维化中的作用，通过对腹膜的单细胞转录组（scRNA-seq）分析和EVs的4D蛋白质组学分析，发现编码EVs蛋白的基因表达水平具有细胞类型特异性，通过多主体单细胞去卷积算法分析，确定了腹膜间皮细胞是腹透流出液衍生EVs的主要来源细胞（图3）。

图3. 腹透流出液EVs的蛋白组学分析

接着，研究者在细胞模型和小鼠模型上证实了损伤间皮细胞来源的EVs可以促进腹膜纤维的沉积和腹膜成纤维细胞的激活。转化生长因子-β1（TGF-β1）可以替代PD液刺激间皮细胞释放EVs，从而促进成纤维细胞活化和腹膜纤维化，敲低ILK阻断EVs分泌显著抑制PD诱导的成纤维细胞活化和腹膜纤维化。受损的间皮细胞产生含有高水平整合素连接激酶（ILK）的EVs，EVs被递送到成纤维细胞并通过p38MAPK信号通路激活。

此外，长期PD相比短期PD来源腹膜间皮细胞，其EVs生成、转运、分泌相关基因表达呈升高趋势。PD流出物中ILK阳性EVs的百分比与腹膜功能障碍和腹膜损伤程度相关。ILK+ EVs是预测PD患者腹膜功能的生物标志物。

该研究从全新的角度解析了腹膜透析相关腹膜纤维化的发生机理，为全新治疗策略的开发提出了可能性，未来可以开展小规模Ⅰ/Ⅱ期临床试验以验证分子靶向细胞外囊泡或ILK蛋白治疗腹膜纤维化的安全性和有效性，同时在该研究中，研究者建立了首个PD患者腹透流出液单细胞测序的转录组数据库（GSE130888）。值得注意的是，该研究发表后立即受到全球学者们的广泛关注，3个月内下载超过1300余次，位居该期刊中国作者2023年第二季度发表文章三月内下载量前五，研究者彭晖教授籍此获得“Wiley威立中国开放科学高贡献作者”。

小结

多组学技术的发展为解析腹膜纤维化机制提供了新武器。腹膜间皮细胞的代谢重编程（糖酵解）是腹膜纤维化的重要机制，纠正过度糖酵解可以抑制腹膜纤维化；受损腹膜间皮细胞分泌的外囊泡（EVs）活化成纤维细胞活化，促进腹膜纤维化。抑制间皮细胞代谢重编程或外泌体是防治腹膜纤维化的新靶点。

参考文献

[1] 中国腹膜透析管理现状白皮书项目组. 中国腹膜透析管理现状白皮书[J]. 中华肾脏病杂志, 2022, 38(12): 1076-1104.

[3]Foo M W Y, Htay H. Innovations in peritoneal dialysis[J]. Nature Reviews Nephrology, 2020, 16(10): 548-549.

[4]Herzog R, Sacnun J M, González-Mateo G, et al. Lithium preserves peritoneal membrane integrity by suppressing mesothelial cell αB-crystallin[J]. Science Translational Medicine, 2021, 13(608): eaaz9705.

[5]Teitelbaum I. Peritoneal dialysis[J]. New England Journal of Medicine, 2021, 385(19): 1786-1795.

[6]Williams J D, Craig K J, Topley N, et al. Morphologic changes in the peritoneal membrane of patients with renal disease[J]. Journal of the American Society of Nephrology, 2002, 13(2): 470-479.

[7]Honda K, Hamada C, Nakayama M, et al. Impact of uremia, diabetes, and peritoneal dialysis itself on the pathogenesis of peritoneal sclerosis: a quantitative study of peritoneal membrane morphology[J]. Clinical Journal of the American Society of Nephrology, 2008, 3(3): 720-728.

[8]Yá?ez-Mó M, Lara-Pezzi E, Selgas R, et al. Peritoneal dialysis and epithelial-to-mesenchymal transition of mesothelial cells[J]. New England Journal of Medicine, 2003, 348(5): 403-413.

[9]Si M, Wang Q, Li Y, et al. Inhibition of hyperglycolysis in mesothelial cells prevents peritoneal fibrosis[J]. Science translational medicine, 2019, 11(495): eaav5341.

[10]Chen Y T, Chang Y T, Pan S Y, et al. Lineage tracing reveals distinctive fates for mesothelial cells and submesothelial fibroblasts during peritoneal injury[J]. Journal of the American Society of Nephrology, 2014, 25(12): 2847-2858.

[11]Witowski J, Kawka E, Rudolf A, et al. New developments in peritoneal fibroblast biology: implications for inflammation and fibrosis in peritoneal dialysis[J]. BioMed research international, 2015, 2015.

[12]Zhang J, Chen Y, Chen T, et al. Single‐cell transcriptomics provides new insights into the role of fibroblasts during peritoneal fibrosis[J]. Clinical and Translational Medicine, 2021, 11(3): e321.

[13]Pearson L J, Klaharn I, Thongsawang B, et al. Multiple extracellular vesicle types in peritoneal dialysis effluent are prominent and contain known biomarkers[J]. PLoS One, 2017, 12(6): e0178601.

[14]Fang J, Tong Y, Ji O, et al. Glycoprotein 96 in peritoneal dialysis effluent-derived extracellular vesicles: A tool for evaluating peritoneal transport properties and inflammatory status[J]. Frontiers in immunology, 2022, 13: 824278.

[15]Huang Q, Sun Y, Peng L, et al. Extracellular vesicle‐packaged ILK from mesothelial cells promotes fibroblast activation in peritoneal fibrosis[J]. Journal of Extracellular Vesicles, 2023, 12(7): 12334.